Бюлл. Экспер. Биол. и Медицины.-2000.-№10.-С.449-452

ОДНОКРАТНАЯ ЭНДОТОКСИНОВАЯ АГРЕССИЯ ВЫЗЫВАЕТ ДОЗОНЕЗАВИСИМУЮ ОБРАТИМУЮ АКТИВАЦИЮ КЛЕТОК ИТО ПЕЧЕНИ КРЫС БЕЗ ТРАНСДИФФЕРЕНЦИРОВКИ ИХ В МИОФИБРОБЛАСТЫ

И.М. Салахов, А.С. Созинов, С.Р. Абдулхаков, А.П. Киясов, Н.Л. Лысова, М.Ю. Яковлев

Институт общей и клинической патологии Клинико-диагностического общества, Москва; Казанский государственный медицинский университет

Исследовали воздействие липополисахарида грамотрицательных бактерий на гепатоциты и синусовдные клетки печени крыс в эксперименте. Степень повреждения и регенерационный потенциал печени оценивали по выраженности активации перисинусоидальных клеток Ито и пролиферативной активности клеток печени. Компенсаторно-восстановительные реакции в печени при воздействии липополисахарида выражались в пролиферации клеток печени и обратимой активации клеток Ито без трансдифференцировки их в миофибробласты.

Ключевые слова: эндотоксин, клетки Ито, гепатоциты, компенсаторно-приспособительные процессы

Основным источником эндотоксина в организме является грамотрицательная флора кишечника. В настоящее время не вызывает сомнений тот факт, что печень является основным органом, осуществляющим клиренс эндотоксина [3,4]. Эндотоксин захватывается в первую очередь клетками Купфера (КК), взаимодействуя с мембранным рецептором CD 14. С рецептором может связываться как сам липополисахарид (ЛПС), так и его комплекс с липид А-связывающим белком плазмы [2]. Взаимодействие ЛПС с макрофагами печени запускает каскад реакций, в основе которых лежат выработка и высвобождение цитокинов и других биологически активных медиаторов [2,7].

Имеется много публикаций о роли макрофагов печени (КК) в захвате и клиренсе бактериального ЛПС, однако взаимодействие эндотелия с другими мезенхимальными клетками, в частности, с перисинусоидальными клетками Ито, практически не изучено.

МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ

Белым крысам-самцам массой 200 г внутрибрюшинно в 1 мл стерильного физиологического раствора вводили высокоочищенный лиофилизированный ЛПС Е. coli штамм 0111 в дозах 0.5, 2.5, 10, 25 и 50 мг/кг. На сроках 0.5, 1, 3, 6, 12, 24, 72 ч и 1 нед под наркозом извлекали внутренние органы и помещали их в забуференный 10% формалин. Материал заливали в парафиновые блоки. Срезы толщиной 5 мкм окрашивали иммуногистохимическим стрептавидин-биотиновым методом антителами к десмину, α-гладко-мышечному актину (А-ГМА) и ядерному антигену пролиферирующих клеток (PCNA, "Dako"). Десмин использовали в качестве маркера перисинусоидальных клеток Ито, А-ГМА — в качестве маркера миофибробластов, PCNA — пролиферирующих клеток. Для выявления эндотоксина в клетках печени использовали очищенные анти-Rе-гликолипидные антитела (Институт общей и клинической патологии КДО, Москва).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

При дозировке 25 мг/кг и выше через 6 ч после введения ЛПС наблюдали шок со смертельным исходом. Острое воздействие ЛПС на ткань печени вызывало активацию клеток Ито, которая проявлялась увеличением их количества. Число десминположительных клеток увеличивалось с 6 ч после инъекции ЛПС и достигало максимума к 48-72 ч (рис. 1, а, б).

Рис. 1. Срезы печени крысы, обработанные LSAB-ме-ченными антителами к десмину (а, б) и α-гладкомышечному актину (в), х400 (а, б), х200 (в).

а — до введения эндотоксина, единичные десминположительные клетки Ито в перипортальной зоне; б — 72 ч после введения эндотоксина: многочисленные десминположительные клетки Ито; в — 120 ч после введения эндотоксина: α-гладкомышечный актин присутствует только в гладкомышечных клетках сосудов.

Через 1 нед число десминположительных клеток снижалось, но оставалось выше контрольных показателей. При этом ни в одном случае мы не наблюдали появления А-ГМА-положительных клеток в синусоидах печени. Внутренним положительным контролем при окрашивании антителами к А-ГМА служило выявление гладкомышечных клеток кровеносных сосудов портальных трактов, содержащих А-ГМА (рис. 1, в). Следовательно, несмотря на увеличение количества клеток Ито, однократное воздействие Л ПС не приводит к трансформации (трансдифференцировке) их в миофибробласты.

Рис. 2. Срезы печени крысы, обработанные LSAB-меченными антителами к PCNA. а — до введения эндотоксина: единичные пролиферирующие гепатоциты, х200; б — 72 ч после введения эндотоксина: многочисленные пролиферирующие гепатоциты, х400.

Увеличение количества десминположительных клеток начиналось в пределах портальной зоны. С 6 ч до 24 ч после введения ЛПС перисинусоидальные клетки обнаруживались только вокруг портальных трактов, т.е. в 1-й зоне ацинуса. На сроках 48-72 ч, когда наблюдалось максимальное количество десминположительных клеток, они появлялись и в других зонах ацинуса; тем не менее большая часть клеток Ито располагалась все же перипортально.

Возможно, это связано с тем, что перипортально расположенные КК первыми захватывают эндотоксин, поступающий из кишечника по воротной вене либо из системного кровотока. Активированные КК вырабатывают широкий спектр цитокинов, которые, как предполагается, запускают активацию клеток Ито и трансдифференцировку их в миофибробласты [5]. Очевидно, именно поэтому первыми на выброс цитокинов реагируют клетки Ито, расположенные вблизи активированных макрофагов печени (в 1-й зоне ацинуса). Однако в нашем исследовании мы не наблюдали их трансдифференцировки в миофибробласты, и это позволяет предположить, что выделяемые КК и гепатоцитами цитокины могут служить фактором, поддерживающим уже начавшийся процесс трансдифференцировки, но они, вероятно, не способны запускать его при однократном воздействии ЛПС на печень.

Усиление пролиферативной активности клеток также наблюдалось преимущественно в 1-й зоне ацинуса. Вероятно, это говорит о том, что все (или практически все) процессы, направленные на ауто- и паракринную регуляцию межклеточных взаимодействий, протекают в перипортальных зонах. Увеличение количества пролиферирующих клеток наблюдали с 24 ч после введения ЛПС; число положительных клеток увеличивалось вплоть до 72 ч (максимум пролиферативной активности, рис. 2, а, б). Пролиферировали как гепатоциты, так и синусоидные клетки. Однако окрашивание на PCNA не дает возможности идентифицировать тип пролиферирующих синусоидных клеток. По данным литературы, действие эндотоксина приводит к увеличению количества КК [4]. Полагают, что это происходит как за счет пролиферации макрофагов печени, так и за счет миграции моноцитов издругих органов [1]. Выбрасываемые КК цитокины могут повышать пролиферативную способность клеток Ито. Поэтому логично предположить, что пролиферирующие клетки представлены перисинусоидальными клетками Ито. Зарегистрированное нами увеличение их числа необходимо, по-видимому, для повышения синтеза ростовых факторов и восстановления межклеточного матрикса в условиях повреждения. Это может быть одним из звеньев компенсаторно-восстановительных реакций печени, поскольку клетки Ито являются основным источником компонентов межклеточного матрикса, фактора стволовых клеток и фактора роста гепатоцитов, которые участвуют в репарации и дифференцировке эпителиальных клеток печени [6]. Отсутствие же трансформации клеток Ито в миофибробласты свидетельствует о том, что одного эпизода эндотоксиновой агрессии недостаточно для развития фиброза печени.

Таким образом, острое воздействие эндотоксина вызывает увеличение числа десминположительных клеток Ито, что является косвенным признаком повреждения печени. Количество перисинусоидальных клеток возрастает, видимо, в результате их пролиферации. Однократный эпизод эндотоксиновой агрессии вызывает обратимую активацию перисинусоидальных клеток Ито и не приводит к их трансдифференцировке в миофибробласты. В связи с этим можно предположить, что в механизмах активации и трансдифференцировки клеток Ито задействованы не только эндотоксин и цитокины, но и какие-то иные факторы межклеточных взаимодействий.

ЛИТЕРАТУРА

1. Маянский Д.Н., Виссе Э., Декер К. // Новые рубежи гепатологии. Новосибирск, 1992.

2. Салахов И.М., Ипатов А.И., Конев Ю.В., Яковлев М.Ю. // Успехи соврем, биол. 1998. Т. 118, Вып. 1. С. 33-49.

3. Яковлев М.Ю. // Казан. мед. журн. 1988. № 5. С. 353-358.

4. Freudenberg N., Piotraschke J., Galanos C. et al. // Virchows Arch. [B]. 1992. Vol. 61. P. 343-349.

5. Gressner A.M. // Hepatogastronterology. 1996. Vol. 43. P. 92-103.

6. Schmidt C, Bladt F., Goedecke S. et al. // Nature. 1995. Vol. 373, N 6516. P. 699-702.

7. Wisse E., Braet F., Luo D. et al. // Toxicol. Pathol. 1996. Vol. 24, N 1. P. 100-111.

Получено 17.04.00